Sur les prélèvements sociaux et leur évolution

1 Introduction

La croissance démographique et la demande croissante de possibilités de loisirs ont augmenté significativement ces dernières années(1). En plus, Notre civilisation moderne utilise de plus en plus le milieu aquatique pour les loisirs, les vacances et diverses activités nautiques (1). Et par conséquence, Les piscines sont de plus en plus utilisées par l\’homme pour natation et autres activités récréatives. Ils sont maintenant disponibles dans de nombreux centres de loisirs, hôtels, écoles, universités, maisons et de nombreux autres domaines (uganda). Cependant, Les eaux de piscine peuvent constituer une source de contamination de l\’homme (who 2006). À ce jour, Il est plus évident que des activités de plein contact avec l’eau telles que la natation et le ski peuvent ajouter beaucoup plus de microorganismes tels que bactéries, virus, Giardia et Cryptosporidium par rapport aux eaux de loisir sans contact physique(1). De ce fait, Si la baignade dans les piscines constitue une activité de loisirs qui permet la détente et représente un exercice physique bénéfique pour la santé, elle peut néanmoins présenter certains risques. Il existe actuellement deux principaux risques sanitaires liés à la fréquentation des piscines : les risques chimiques et les risques biologiques(2). Notre travail va s’intéresser aux risques biologiques.
En effet, plusieurs maladies infectieuses sont transmissibles par l\’eau. Divers organes tels que la peau, le nez et les oreilles peuvent être la cible de ces infections plus ou moins grave (south america). Le cas de maladies infectieuses, causées par l\’ingestion accidentelle des eaux de piscine contaminées par des micro-organismes ont été signalés par certains chercheurs (CDC, 2000). C’est pourquoi la qualité microbiologique dans les eaux de piscine est importante pour indexer les risques liés à la fréquentation des piscines. Par la suite les niveaux des micro-organismes dans l\’eau de piscine sont nécessaires pour classer le risque sanitaire lié à la natation dans les piscines ((Lagerkvist et al., 2004).
L’évolution des connaissances scientifiques sur les risques pour la santé, ainsi que la nécessité de mettre à jour les stratégies pour leur prévention, a conduit à l’adoption de nouvelles règles sur l’hygiène des piscines dans différents pays (bologna).
L’objectif de notre travail est :
Obtenir le diplôme national de docteur en pharmacie nécessaire pour le dossier du DFMS.

2 MATERIEL ET METHODES
2.1 Matériel
Il s’agit d’une étude rétrospective sur 10 ans, de janvier 2006 à décembre 2015.
Cette étude a inclus différentes eaux de piscines prélevées à partir des hôtels, des clubs et centres de loisirs, de la piscine municipale et des piscines privées de la région de Sfax. Tous ces prélèvements ont été analysés au laboratoire régional d’hygiène du CHU Hedi Chaker de Sfax.
2.2 Méthodes
2.2.1 Méthode d’analyse d’eau
2.2.1.1 Prélèvements
Les prélèvements ont été effectués selon la méthode décrite dans la norme NT 09.12.
Les échantillons ont été prélevés au moyen d’un flacon en verre stérile de 500ml contenant le thiosulfate de sodium à raison d’au moins 10 mg/l et en respectant les conditions aseptiques rigoureuses. Un prélèvement a été effectué à l’opposé de l’arrivée de l’eau entre 0 à 20 cm de la surface de l’eau. Le flacon a été acheminé immédiatement dans une glacière à une température comprise entre 1 °C et 4°C pour être examiné au laboratoire régional d’hygiène. Il a été conservé au 4°C pour être analysé.
2.2.1.1.1 Critères d’inclusion
Tous les échantillons provenant des différentes piscines de la région de Sfax ont été inclus dans notre étude.
2.2.1.1.2 Critères d’exclusion
Parmi les 1003 échantillons, 9 ont été exclus à cause de :
• Raisons administratives : analyse non payé.
• Raisons techniques : non respect des conditions d’acheminement.
2.2.1.2 Extraction et purification
L’extraction et purification est faite par la méthode de filtration sur membrane.
Pour cette étape, la face supérieure de l’appareil de filtration (plaque poreuse) est flambée puis lavée avec l’eau distillé stérile. à l’aide d’une pince flambée et refroidie, une membrane filtrante de porosité 0,45 µm est déposée au centre de la plaque poreuse.

Figure 1 : Dispositif de filtration
Après agitation du flacon, l’entonnoir de l’appareil est rempli stérilement avec l’eau de piscine à analyser jusqu’au trait de jauge de 100 ml. Ensuite, la pompe à vide est mise en marche et l’eau s’écoule sous l’action du vide.
Dés que la membrane paraît sèche, la pompe à vide est arrêtée.
2.2.1.3 Détection et quantification
La détection et quantification est réalisée par la culture sur des milieux appropriés.
Pour cela, plusieurs membranes filtrantes sont récupérées après filtration de 100 ml d’eau à analyser comme décrit précédemment. Puis chacune est déposée en évitant d’emprisonner des bulles d’airs, à l’aide d’une pince préalablement flambée et refroidie, à la surface du milieu de culture approprié à chaque germe.
Les bactéries recherchées par la méthode de filtration sur membrane sont les suivants :
• Coliformes totaux
• Escherichia coli (E. coli)
• Staphylocoques pathogènes
• Pseudomonas aeruginosa
• Entercoques intestinaux
Concernant les micro-organismes revifiables, la culture se fait suivant la méthode par incorporation en gélose comme indiqué dans la norme NF T 90-401. Cette méthode consiste à pratiquer deux prises d’essai de 1 ml puis ensemencées dans une boite de pétri chacune. Ensuite le milieu de culture fondu est ajouté et mélangé par rotation lente. Après refroidissement et solidification du milieu, les boites sont incubées à 37 °C ±1 pendant 48 heures.
2.2.1.4 Identification et dénombrement des germes
2.2.1.4.1 Micro-organismes revifiables
L’identification et le dénombrement s’effectuent selon la norme ISO 6222.
Les micro-organismes revifiables sont tous les microorganises se développant en aérobiose à 36°C ±1 °C après 44 heures sur des milieux non sélectifs spécifiés.
Le milieu utilisé est une gélose nutritive. Toutes les colonies présentes emprisonnées à l’intérieur de la gélose à l’extrait de levure dans chaque boite après incubation à 37°C sont comptées et considérées comme des micro-organismes revifiables. Les colonies à la surface de la gélose ne sont pas comptées.
Les résultats sont obtenus à partir des moyennes des deux cultures et exprimés en UFC/ml.
La limite acceptée par la norme est fixée à 100 UFC/ml.
2.2.1.4.2 Coliformes totaux
La recherche et le dénombrement des coliformes totaux s’effectuent selon la méthode décrite dans la norme ISO 9308-1.
Les coliformes totaux sont des micro-organismes capables de croître en aérobiose à 37 °C ±1 °C sur milieu gélosé-lactosé avec production d’acide et/ou aldéhyde en 24 heures et 48 heures et ne possédant pas d’oxydase.
Le milieu de culture utilisé est la gélose lactosé au tergitol 7 et au chlorure de triphényltétrazolium (TTC). Les colonies sont petites de couleur jaune ou jaune-orangé.
Parmi ses colonies typiques, ceux qui ont des aspects différents sont ensemencées sur une gélose trypiticase soja agar (gélose TSA) avec incubation pendant 24 heures à 37°C. Toute colonie de bacille à Gram négatif ne possédant pas d’oxydase est identifiée comme coliforme.
Les résultats sont exprimées en UFC/100 ml.
La limite fixée par la norme est 10 UFC/100 ml.
2.2.1.4.3 Escherichia coli
L’identification et le dénombrement des E. coli se fait selon la norme ISO 9308-1.
Les E. coli sont des bactéries pouvant former des colonies en aérobiose à 36 ± 2 °C sur un milieu de culture lactosé sélectif et différentiel avec production l\’indole à partir du tryptophane dans les 21± 3 heures.
Le milieu utilisé est la gélose TTC. Les bactéries E. coli comme les coliformes donnent des colonies jaunes sur ce milieu. Toutes ces colonies jaunes (au moins 10) sont repiquées sur gélose non sélective pour effectuer le test à l’oxydase et dans un bouillon au tryptophane pour déterminer leur capacité à convertir le tryptophane en indole.
Pour cela, une partie de chaque colonie de couleur jaune est ensemencée sur l’eau peptoné exempte d’indol (bouillon au triptophane (3ml)). Le bouillon a été incubé à 37°C pendant 24 heures. Quelques gouttes du réactif de Kovaks ont été ajoutées au bouillon triptophane. Le test est positif s’il y a eu un virage du jaune au rose rouge.
Les résultats sont exprimés en nombre d’E. coli identifié pour 100 ml d’échantillon (UFC/100ml).
la limite acceptée par la norme est 0 UFC/ML.
2.2.1.4.4 Staphylocoques pathogènes
La recherche et le dénombrement des Staphylocoques pathogènes se fait selon la norme ISO 90-421.
Les Staphylocoques pathogènes sont des micro-organismes se développant à 37 °C ± 1°C en 48 heures sur un milieu sélectif Chapman mannité en éliminant les grandes colonies muqueuses qui correspondent à des bactéries de genre Bacillus. En plus ce sont des coques Gram positif groupés en amas possédant une coagulase détectée avec le plasma de lapin.
Sur milieu Chapman, les colonies correspondantes au genre Staphylocoque sont des petites colonies de couleur jaune ou présentant un halot jaune. Cette couleur est le résultat du virage de l’indicateur coloré du rouge au jaune provoqué par la fermentation du mannitol par les Staphylocoques. Pour chaque type de colonies caractéristiques, un examen microscopique après coloration de Gram est pratiqué. Toutes les colonies correspondant aux types des cocci Gram positif sont considérées comme Micrococcaceae.
La détection d’une coagulase à l’aide du plasma du lapin est faite pour chaque colonie identifiée comme micrococaceae.
Les germes, initialement identifiés comme micrococaceae, à coagulase positive ont été considérés comme étant une souche de Staphylocoques pathogènes.
Les résultats sont exprimés en nombre de staphylocoques à coagulase positive pour 100 ml d’échantillon (UFC/100ml).
la limite acceptée par la norme est 0 UFC/ML.
2.2.1.4.5 Pseudomonas aeuroginosa
La recherche et le dénombrement de Pseudomonas aeruginosa se fait selon la norme ISO 16266 (2006).
Les micro-organismes qui poussent sur des milieux sélectifs contenant du cétrimide et produisent de la pyocyanine, ou les micro-organismes qui poussent sur des milieux sélectifs contenant du cétrimide, possèdant une oxydase, fluorescent sous rayonnement UV (360 ± 20) nm et capables de produire de l\’ammoniac à partir d\’acétamide.
Le milieu utilisé est la gélose au cétrimide. Différentes types de colonies peuvent pousser sur ce milieu et seulement les colonies bleu-vertes produisantes la pyocyanine ont d\’emblée considérées comme Pseudomonas aeuroginosa.
Par contre, les autres colonies fluorescentes sous la lumière ultra violet ou de couleur brun rougeâtre nécessitent après repiquage sur un milieu nutritif pendant 24 heures à 37°C les confirmations suivantes :
• Recherche d’oxydase
• La production de pigment fluorescent dans un milieu King B
• Aptitude à produire l’ammoniac à partir d’acétamide
Les colonies qui ne sont ni bleu –vert, ni brun rougeâtre et qui ne fluorescent pas sous rayonnement ultra violet ne doivent pas être confirmées.
Pour le dénombrement, une première lecture est effectuée après 21 heures ± 3. Si une croissance importante a été marquée, un premier comptage pour les 3 types de colonies a eu lieu. Puis les boîtes ont été remises à incuber jusqu’au terme des 44 ± 4 heures et un second comptage a été alors réalisé. Les confirmations débutaient à ce moment.
La confirmation concerne 2 types de colonies :
• Les colonies fluorescentes sous lumière UV non bleu vert qui ont été considérées comme Pseudomonas aeuroginosa présumés. Ce type de colonie est isolé sur gélose nutritive et incubé à 37 °C pendant 22 ± 2 heures. Un test d’oxydase a été ensuite réalisé à partir de cet isolement. Un tube de bouillon d’acétamide a été ensuite ensemencé par la culture isolé et a été incubé à 37 °C pendant 22 ± 2 heures. Une à deux gouttes de réactif de Nessler a été ajoutée au bouillon après incubation. Une coloration allant du jaune au rouge brique (en fonction de la concentration en ammoniaque) révélait la production d’ammoniaque.
• Les colonies brunes rougeâtres qui ont été considérées comme Pseudomonas aeuroginosa présumés. Comme le précédent, un isolement sur gélose nutritive à 37 °C pendant 22 ± 2 heures a été pratiqué. Un test d’oxydase a été ensuite réalisé à partir de cet isolement. Si le test d’oxydase a été positif, des colonies isolées ont été ensemencées sur un milieu King B et incubées à 37 °C pendant 24 heures à 5 jours au maximum. Durant les cinq jours toute fluorescence sous lumière UV a été notée.
Le nombre de Pseudomonas aeruginosa est déterminé en tenant compte:
• Du nombre de Pseudomonas aeruginosa se présentant sous forme de colonies bleu-vert
• Du taux de confirmation obtenu à partir des colonies fluorescentes sous lumière UV (production d’ammoniaque à partir d’acétamide) et des colonies de coloration brun rougeâtre (présence d’oxydase et présence de fluorescence sur le milieu King B)
Les résultats sont généralement exprimés en nombre de Pseudomonas aeruginosa par 100 ml (UFC/100ml).
la limite acceptée par la norme est 0 UFC/ML.
2.2.1.4.6 Entérocoques intestinaux
La recherche des entérocoques intestinaux se fait par la norme ISO 7899-2.

2.2.2 Analyse statistique
L’analyse statistique a été réalisée par le logiciel Microsoft Excel® 2007.
Les résultats et les graphiques correspondants ont été générés aussi par Microsoft Excel® 2007 et à l’aide du site www.highcharts.com.
3 RESULTATS
3.1 Prélèvements
Notre étude a porté sur 994 prélèvements d’eaux de piscines parvenus au laboratoire régional d’hygiène du CHU Hedi chaker de Sfax durant une période de 10 ans : de 2006 à 2015.
3.1.1 Répartition annuelle des prélèvements
L’effectif des prélèvements a été assez rapproché pendant les quatre premières années avec un maximum de 145 (14,6%) en 2009. A partir de 2009, le nombre des prélèvements a diminué considérablement pour atteindre un minimum de 36 (3,6%) en 2012. Pour les trois dernières années, les prélèvements ont augmenté jusqu’à 132 (13,3%) en 2014 comme le montre la figure n°1.

Figure 1 : Evolution des prélèvements analysés par année

3.1.2 Répartition selon la provenance
La majorité des prélèvements provenait des hôtels avec 633 (63,7%) prélèvements, suivi de la piscine municipale avec 223 (22,4%) prélèvements, des centres et clubs avec 112 (11,3%) prélèvements. Les 26 (2,6%) prélèvements restants provenaient des piscines privées. La répartition est rapportée dans la figure 2.

Figure 2 : Répartition des prélèvements selon la provenance

3.1.3 Répartition selon la saison
Durant la saison d’été, les prélèvements ont atteint leur maximum avec 526 (52,9%) échantillons. Les prélèvements, comme le montre la figure 3, ont été assez rapprochés pour les trois autres saisons avec respectivement 123 (12,4%), 136(13,7%), 209(21%) en hiver, automne et printemps.

Figure 3 : Répartition des prélèvements selon la saison
3.2 Conformité des eaux de piscines aux normes
Parmi 994 eaux de piscines, 847 (85,2%) ont respecté les critères microbiologiques des eaux de piscine contre 147 (14,8%) qui étaient non conformes sur le plan de bactériologie suite à la détection d’une ou plusieurs non-conformités.

Figure 4 : Répartition des eaux de piscines selon le nombre de non conformité

Comme illustré dans la figure 4, 112 (76,2%) eaux de piscines ont été contaminées par une seule espèce contre 29 (19,7%) qui ont été contaminées par 2 espèces et 6 (4,1%) piscines ont été contaminées par 3 espèces ou plus.
3.2.1 Répartition des eaux de piscines non conformes par année et par saison
L’année 2014 a présenté le maximum des eaux de piscines non conformes avec un effectif de 22 (15%) par contre l’année 2013 a présenté le minimum des eaux de piscines non conformes avec un effectif de 8 (5,4%).
Les non conformités ont été marquées surtout pendant la saison d’été avec un total de 103 (70,1%). Pour les autres saisons, les non conformités pendant les saisons d’automne, d’hiver et de printemps étaient respectivement de 15(10,2%), 13 (8,8%) et 16 (10,9%). La figure 5 détaille cette répartition.

Figure 5 : Répartition des eaux de piscines non conformes selon les années et les saisons
3.2.2 Répartition des eaux de piscines non conformes selon la provenance
Les résultats de notre étude ont montré que 101 eaux de piscines prélevés à partir des hôtels (68,7%) étaient non conformes aux normes contre 25 (17%) prélèvements à partir des clubs et centres.
Le nombre des piscines hors norme était de 10 (6,8%) pour la piscine municipale et de 11 (7,5%) pour les piscines privées. Ces résultats sont rapportés dans le tableau I.

Tableau I : Répartition des eaux de piscines non conformes selon la provenance
Eté Hiver Printemps Automne Total
Hôtels 69 8 11 13 101
Clubs et centres 21 2 0 2 25
Piscine municipale 2 4 4 0 10
Piscines privées 10 0 1 0 11
Total 102 14 16 15 147

3.3 Bactéries isolées
Au cours de notre étude, l’examen bactériologique pour l’ensemble des eaux de piscines collectées a révélé une diversité microbienne dont les variations sont très importantes entre les différents lieux de prélèvement.
La culture a été négative pour 673 (67,7%) prélèvements et positive pour 321 (32,3%).
En effet, les germes mésophiles ont été les plus isolés avec un effectif de 297 dont seulement 49 prélèvements dépassaient les 100 UFC/ml fixé par la norme , en seconde position, les Staphylocoques pathogènes avec 60 puis les P. aeruginosa avec un effectif de 51. Aussi, 29 cultures positives à coliformes totaux ont été isolés dont 14 prélèvements qui dépassaient les 10 UFC/100ml.
Les Escherichia coli étaient isolées dans 15 eaux de piscines uniquement.

3.3.1 Germes mésophiles
3.3.1.1 Répartition annuelle
Le nombre des germes mésophiles isolés a été variable au cours des années comme le montre le tableau II.
Les cultures positives à ces germes dépassant la limite fixée par la norme ont atteint leur maximum en 2006 avec un chiffre de 9 (18,4%) et leur minimum en 2013 avec absence de culture bactérienne.
Tableau II : Nombre des germes mésophiles isolés au cours des années
Année Nombre de culture positive à germes mésophiles Nombre de culture dépassant les 100 UFC/ml Pourcentage
%
2006 35 9 18,4
2007 34 8 16,3
2008 36 7 14,3
2009 34 6 12,2
2010 29 5 10,2
2011 23 2 4,1
2012 23 3 6,1
2013 19 0 0
2014 41 5 10,2
2015 23 4 8,2
Total 297 49 100

3.3.1.2 Répartition selon la provenance
Dans notre étude, 36 cultures positives supérieures à 100 UFC/ml ont été trouvé dans les hôtels (73,5%), 11 dans les centres et les clubs (22,5%), un dans la piscine municipale (2%), et un dans les piscines privées (2%) comme le montre la figure 6.

Figure 6 : Réparition des germes mésophiles selon la provenance
3.3.2 Coliformes totaux
3.3.2.1 Répartition annuelle
La figure 7 montre que la majorité des coliformes totaux a été isolés au cours de l’année 2009.
Pour les années 2008, 2011, 2013 et 2014, les cultures ont été négatives pour ces germes.

Figure 7 : Répartitition des coliformes totaux en fonction des années
3.3.2.2 Répartition selon la provenance
Comme le montre la figure 8, c’était dans les hôtels que les coliformes totaux ont été les plus souvent isolés suivis par les centres et les clubs. Une seule culture provenant d’une piscine privée était positive. La piscine municipale n’a pas été contaminée par les coliformes.

Figure 8: Répartition des coliformes totaux selon la provenance

3.3.3 Escherichia coli
3.3.3.1 Répartition annuelle
Cette bactérie a été isolée uniquement dans 15 échantillons. Le chiffre maximal a été marqué durant l’année 2009 avec 7 bactéries isolées (4,1%).
La figure 9 présente la courbe d’évolution du nombre d’Escherichia coli au cours des années d’étude.

Figure 9 : Répartition des Escherechia coli en fonction des années
3.3.3.2 Répartition selon la provenance
Durant les 10 années d’étude, six E. coli ont été isolées à partir des piscines des hôtels ainsi que des piscines des clubs et centres. Deux ont été isolées à partir des piscines privées. Uniquement une E. coli a été détectée dans la piscine municipale.
La figure 10 présente la répartition des E. coli par provenance.

Figure 10: Répartition des Escherichia coli selon la provenance

3.3.4 Staphylocoques pathogènes
3.3.4.1 Répartition annuelle
Au cours des trois premières années de notre étude, les Staphylocoques pathogènes ont été absents dans les cultures. A partir de l’année 2009, leur présence a augmenté atteignant un pic en 2012 avec un effectif de 16 (26,7%).
La figure 11 présente la courbe d’évolution du nombre des cultures positives à Staphylocoque au cours des années d’étude.

Figure 11 : Répartition des Staphylocoques pathogènes en fonction des années
3.3.4.2 Répartition selon la provenance
Comme le montre le figure 12, les eaux de piscines des hôtels ont été les plus contaminées par les staphylocoques avec 41 cultures positives, suivies par celles des clubs avec 9 cultures positives, des piscines privées avec 7 cultures positives et enfin de la piscine municipale avec 3 cultures positives.

Figure 12: Répartition des Staphylocoques pathogènes selon provenance

3.3.5 Pseudomonas aeruginosa
3.3.5.1 Répartition annuelle
Le nombre maximal de Pseudomonas aeruginosa isolé était pendant l’année 2007. Concernant les autres années d’étude, l’effectif des Pseudomonas aeruginosa a été variable avec un minimum de 1 pendant les années 2010 et 2015. Cette répartition est rapportée dans la figure 13.

Figure 13 : Répartition des Pseudomonas aeruginosa en fonction des années
3.3.5.2 Répartition selon la provenance
Comme les Staphylocoques, la plupart de Pseudomonas aeruginosa provenait des piscines des hôtels avec un nombre de 33 (64,7%) suivis des centres et club avec 10 (19,6%) cultures positives à Pseudomonas aeruginosa.
Pour la piscine municipale, 5 (9,8%) prélèvements ont été contaminés par Pseudomonas aeruginosa contre 3 (5,9%) pour les piscines privées comme le montre la figure 14.

Figure 14: Répartition des Pseudomonas aeuroginosa selon la provenance
3.3.6 Entérocoques intestinaux
Dans notre travail, les entérocoques intestinaux n’ont pas été isolés dans aucun prélèvement.
4 Discussion
4.1 Les méthodes d’analyse d’eau
Trois étapes principales sont généralement nécessaires pour La détection des microorganismes pathogènes dans l\’eau(9) :
1. Prélèvement
2. extraction et purification
3. détection et quantification
4.1.1 Prélèvement
Dans notre étude, les prélèvements sont faits selon la méthode décrite dans la norme NT 09.12 comme spécifié dans la section matériel et méthode.
la majorité des méthodes décrites sont proches et se basent sur le même principe, la même concentration en thiosulfate et les mêmes conditions d\’acheminements au laboratoire, cependant la profondeur des prélèvements diffèrent d\’une étude à une autre (5, 8, 10). M.T. Martins et al ont effectué leurs prélèvements à un profondeur de 20 cm comme notre étude (5). A. C. Massana et al. ont effectué leurs prélèvements à 30 cm de profondeur dans leur étude sur les piscines naturels(10).
L.doallolio et al ont par contre effectué leurs prélèvements à 50 cm ce qui correspond au niveau des points d\’aspiration du système d\’épuration et de chloration d\’eau (8).
Notre étude M.T. martins et al. A. C. Massana et al. L.dallolio et al.
Pays Sfax, Tunisie Sao paolo, Brazil Barcelona, Espagne Bologne, Italie
Norme NT 09-12 APHA 1989 ISO 1994 Italian agreement 2003
Concentration en thiosulfate 10 mg/l 1 ml /l Non utilisé 1ml/l
Profondeur de prélèvement 0-20 cm 20 cm 30 cm 50 cm
Quantité prélevée 500 ml Non indiqué Non indiqué Non indiqué
Condition de transport A +4 °C A +4 °C A +4 °C A +4 °C
4.1.2 Extraction et purification
Après les prélèvements des volumes d’eau, une étape supplémentaire d’extraction/purification est nécessaire(11).
La difficulté principale lors de cette étape réside dans le fait que ces microorganismes présentent des caractéristiques différents tels que la taille, la forme et la charge qui ont une influence sur leur capacité à être récupérés par les différentes méthodes de séparation disponibles dont les principes et seuils de coupure sont présentées dans la figure n°(12,13) .

Figure N° : Rétention des différents groupes de microorganismes, particules et molécules en fonction du seuil de coupure du système de filtration utilisé.
Les différentes propriétés physiques, chimiques et biologiques des agents infectieux doivent être prises en compte dans l\’élaboration et l\’application de méthodes visant à concentrer ces microorganismes à partir de grands volumes d’eau (3,4,8).
4.1.2.1 Technique de filtration sur membrane
La méthode de filtration sur membrane est la plus utilisée pour la récupération des bactéries et des parasites présents dans un échantillon d’eau(5,6) et éventuellement les virus. En effet, la recherche des plupart des micro-organismes dans notre travail repose sur l’utilisation des membranes filtrantes. Ces membranes représentent à ce jour la technique la plus répandue pour la concentration des microorganismes à partir d’échantillons des eaux y compris les eaux de piscines(5,6).
La filtration sur membrane est une technique basée sur le principe de rétention des microorganismes présents dans un échantillon d’eau en fonction de leur taille (exclusion stérique surtout pour les bactéries et les parasites) et/ou de leurs propriétés de surface (adsorption)(8). Ces membranes peuvent être constituées de divers matériaux (polycarbonate, fibre de verre, esters de cellulose…) et présentent une porosité variable (1,7,8). Une fois la filtration effectuée, les microorganismes sont soit directement recherchés par des méthodes appropriées ou bien récupérés afin d’être détectés après une étape d’élution(1,8).
4.1.2.1.1 Isolation des bactéries
Tous les micro-organismes indicateurs recherchés exigés par la norme tunisienne sont des bactéries. La méthode de filtration sur membrane est la plus utilisée pour la récupération de bactéries présentes dans un échantillon d’eau (5,6).
C’est la méthode de choix dans notre travail. Les bactéries récupérées sur la membrane après filtration (porosité 0,45 μm) par exclusion par la taille d’un volume d’eau relativement faible (100 mL en général) peuvent alors être directement détectées et quantifiées par les méthodes appropriées.
Toutes les autres études ont utilisé la méthode de filtration sur membrane pour la concentration des germes indicateurs dans leurs travaux.
Notre étude M.T. martins et al. A. C. Massana et al. L.dallolio et al.
Méthode utilisée Filtration sur membrane Filtration sur membrane Filtration sur membrane Filtration sur membrane
porosité 0.45 μm 0.45 μm 0.45 μm 0.45 μm

4.1.2.1.2 Isolation des parasites
La recherche des parasites est non exigée par la norme tunisienne. Cependant certains auteurs ont exigé leur recherche dans leurs travaux. Les parasites les plus recherchés dans les eaux de piscines sont Cryptospordium et Giardia intestinalis.
La technique de filtration sur membrane représente l’un des principales techniques utilisées. Pour la recherche des parasites protozoaires, des cartouches renfermant un filtre de porosité de l’ordre de 1 μm permettent la filtration de grands volumes d’eau avec une bonne efficacité de rétention des parasites enkystés présents dans l’échantillon.
L’élution par un traitement chimique (à base de détergents EDTA et Laureth-12) et mécanique (10 minutes à 600 rpm) permet la récupération des kystes et oocystes mais également de particules pouvant interférer au niveau de l\’examen microscopique du parasite sous forme de kystes et oocystes(7).

1. Standish-Lee P, Loboschefsky E. Protecting public health from the impact of body-contact recreation. Water Sci Technol. 2006;53(10):201-7.
2. Bello, O.O., Mabekoje, O.S., Egberongbe, H.O. and Bello, T.K. (2012). Microbial Qualities of Swimming Pools in Lagos, Nigeria. International Journal of Applied Science and Technology Vol. 2 No. 8;.
CDC. (2000). Pseudo Monastery Dermatitis/Folliculitis Associated with Pools and Hot Tubes—Colorado and Marine,. MMWR,, 49, 1087-1091.
Lagerkvist, B. J., Bernard, A. B., Bergstrom, E. F., Holmstrom, K., and Karp, K. G. (2004). Pulmonary epithelial integrity in children: relationship to ambient ozone exposure and swimming pool attendance. Environ Health Perspect 112, 1768-1771.
8.
9.

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